Toxoplasmose

Doença causada pelo protozoário parasita Toxoplasma gondii, com prevalência mundial, encontrada em muitos hospedeiros intermediários diferentes (peixes, anfíbios, répteis, aves e mamíferos). Aproximadamente 33% dos animais domésticos e humanos em todo o mundo apresentam toxoplasmose subclínica. Gatos (e outros felinos) são os hospedeiros definitivos (onde o parasita completa seu ciclo).

Ciclo de vida

Ciclo extraintestinal ou parenteral

Ocorre em hospedeiros intermediários e em gatos. Parasitas ingeridos na forma de oocistos esporulados (esporozoítos) ou provenientes de tecidos infectados (bradizoítos) invadem os linfonodos mesentéricos e, a partir daí, se espalham para uma grande variedade de células, nas quais se multiplicam (taquizoítos). Essas células parasitadas se rompem e os parasitas liberados invadem novas células. À medida que a síntese de anticorpos aumenta, os taquizoítos se transformam em bradizoítos e formam cistos, que podem permanecer no hospedeiro durante toda a sua vida, pois são imunes a anticorpos e menos suscetíveis a serem destruídos por enzimas proteolíticas. Eles se localizam principalmente nos músculos, tecido nervoso e vísceras.

Ciclo enteroepitelial ou intestinal

Apenas em gatos. Uma etapa preliminar de replicação enteroepitelial começa quando um gato ingere tecido contendo bradizoítos (ou oocistos esporulados). Isso é seguido por uma etapa de gametócitos (zigoto), que eventualmente leva à formação de oocistos.

Após a ingestão de cistos com bradizoítos, os oocistos são eliminados nas fezes dentro de 3 a 10 dias. A eliminação continua por 1 a 2 semanas. Se o gato ingerir taquizoítos, pode levar 19 dias para que os oocistos sejam eliminados. Se a infecção for devido a oocistos esporulados, o período pré-patente geralmente dura mais de 20 dias, e a eliminação de oocistos dura várias semanas.

Apenas 16%-20% dos gatos que ingerem taquizoítos ou oocistos esporulados eliminam oocistos nas fezes. Quase todos (97%) dos gatos que ingerem cistos teciduais (bradizoítos) eliminam oocistos. Os oocistos eliminados nas fezes esporulam para uma fase infectante dentro de 1 a 5 dias, dependendo da temperatura ambiente, e, sob condições apropriadas, permanecem viáveis no ambiente por mais de 18 meses.

Sintomas

Após a infecção por T. gondii, o animal geralmente se torna um portador clinicamente silencioso. O grau de envolvimento dependerá da idade do animal, seu estado imunológico, a virulência do parasita e a forma de infecção. Os sintomas clínicos são causados pela necrose celular (ruptura de células infectadas com taquizoítos) associada a reações de hipersensibilidade tardia no hospedeiro e a uma resposta imunológica mediada pela formação de complexos imunes (vasculite).

O primeiro órgão envolvido na fase inicial da infecção é geralmente o fígado, acompanhado por tecido linfático e pulmonar. À medida que o sistema imunológico desenvolve anticorpos, a infecção entra em uma fase subclínica crônica, embora possa ser reativada se o hospedeiro se tornar imunodeprimido.

1. Hospedeiro definitivo
   Em geral, a multiplicação do parasita não causa sinais clínicos, exceto em gatinhos com algumas semanas de idade, que podem apresentar diarreia.
2. Hospedeiros intermediários
   Infecção pré-natal: devido à infecção intrauterina em fêmeas grávidas não previamente expostas ao parasita. Filhotes podem nascer mortos ou morrer antes do desmame devido à inflamação do fígado, pulmões e sistema nervoso central. Cadelas abortam, e os filhotes sobreviventes apresentam diarreia, distúrbios respiratórios, ataxia e lesões no sistema nervoso central. Humanos são mais suscetíveis ao parasita no terceiro trimestre da gravidez.

Infecções no início da gravidez causam infertilidade e aborto, enquanto nas infecções tardias a criança pode nascer com manifestações neurológicas. Apenas 30%-40% das infecções durante a gravidez são transmitidas ao feto.

• Infecção aguda pós-natal: apresenta-se como uma infecção disseminada de rápida progressão que afeta indivíduos adultos saudáveis que ingerem grandes quantidades de oocistos ou bradizoítos, além de afetar recém-nascidos ou indivíduos imunodeprimidos. Nesses casos, o parasita causa sintomas pulmonares graves, febre e sintomas gastrointestinais. Geralmente causa hepatite, miosite e, às vezes, miocardite, podendo levar à morte. Cães (particularmente os mais velhos) podem apresentar sintomas neurológicos semelhantes aos causados por Neospora caninum.
• Infecção crônica pós-natal: devido à exposição leve ao parasita ou à reativação de uma infecção latente devido à imunodepressão. Neste último caso, lesões geralmente aparecem no sistema nervoso central e nos olhos.

Interpretação de exames laboratoriais

Exames gerais

• Hemograma completo. Infecção aguda - variável, anemia normal ou não regenerativa. Leucocitose, neutrofilia, linfocitose, monocitose e eosinofilia. Em gatos, a doença pode evoluir para leucopenia com linfopenia absoluta, neutropenia, eosinopenia e monocitopenia. Leucocitose ocorre frequentemente durante a fase de recuperação.
• Bioquímica. Aumento de GPT e GOT devido à necrose hepática e muscular, acompanhado em gatos por aumento de TBIL devido à colangiohepatite e lipidose hepática secundária. Em cães, ALP também aumenta devido à necrose hepática.
  Aumento de lipase e amilase se o pâncreas for afetado, e aumento de CPK devido à necrose muscular.
• Proteínas séricas. Na infecção aguda, geralmente hipoproteinemia e hipoalbuminemia. Hiperglobulinemia é comum na infecção crônica em gatos.

Exames específicos

• Sorologia. Determinação de imunoglobulinas por IFI, ELISA ou aglutinação (MAT: teste de aglutinação modificado).
• Cães ou gatos sintomáticos. Títulos elevados de IgG (>= 1/1024 na IFI) em gatos estão associados à infecção ativa. Se o título for negativo, baixo ou moderado, uma nova titulação é necessária em 2 semanas. Aumentos significativos subsequentes (quatro vezes o valor inicial) indicam infecção ativa. IgM além de IgG também pode ser determinada. IgM elevada junto com IgG baixa ou negativa indica infecção recente (IgM aparece 7-10 dias após a infecção e diminui em 3 semanas, enquanto IgG aparece em 2 semanas e pode permanecer elevada indefinidamente). IgM negativa ou muito baixa com IgG moderadamente elevada indica infecção crônica que provavelmente não causa toxoplasmose. A presença da doença poderia ser confirmada com nova determinação de IgG após 2 semanas. Valores negativos de IgM e IgG indicam que o animal não foi exposto ao parasita.
• Gatos assintomáticos (rastreamento). Títulos negativos de IgM com IgG positiva em um único teste ou níveis estáveis de IgG em dois testes consecutivos realizados com 2 semanas de intervalo indicam infecção crônica. Esses gatos têm pouca probabilidade de eliminar oocistos e, igualmente, de adoecerem por reexposição ao parasita e começarem a eliminar oocistos.
  Um título negativo de IgM com IgG negativo em uma única análise ou um título de IgG negativo em duas análises consecutivas realizadas com intervalo de duas semanas indica que o animal não foi exposto ao parasita, estando em risco de infecção.
• Exame coproparasitológico. Este é o método mais confiável para determinar se há risco de transmissão do parasita do gato para humanos. O gato infectado geralmente elimina oocistos apenas durante os primeiros 5-14 dias após a infecção primária, e os níveis de anticorpos séricos não são detectáveis durante esse período.
• PCR em sangue e fluidos biológicos. O PCR é usado para identificar T. gondii em amostras biológicas. Sua utilidade clínica é questionável, pois a presença do parasita nem sempre garante que ele seja responsável pela patologia.
• Análise de líquido cefalorraquidiano e humor aquoso. Em cães e gatos com encefalomielite e uveíte induzidas por toxoplasma, aumento de proteínas e leucócitos são observados no LCR e no humor aquoso, respectivamente. Em alguns casos, anticorpos específicos podem ser encontrados.
• Citologia/biópsia. Em certos casos, e durante a fase aguda da doença, o parasita pode ser detectado em fluidos corporais (líquido pleural e peritoneal em animais com ascite ou derrame pleural, e mais raramente no sangue, urina e LCR).

Medidas sanitárias

• Além da ingestão de oocistos, a fonte mais comum de infecção para humanos é carne contendo cistos teciduais de T. gondii.
• Oocistos recentemente eliminados nas fezes não são infecciosos até esporularem (1 a 5 dias). A areia da caixa de areia deve ser trocada a cada 1-2 dias.
• Deve-se evitar que gatos comam carne crua ou presas pequenas, tanto quanto possível.
• Gestantes e indivíduos imunodeprimidos não devem manipular a caixa de areia do gato. Eles devem evitar contato com gatos desconhecidos.
• Comer apenas carne bem cozida e lavar as mãos após manusear carne crua.
• Reduzir ao máximo a jardinagem (contato com solo contaminado por oocistos).

Bibliografia

• BROWNLEE, L.; SELLON, R.K. (2001) Journal of American Animal Hospital Association vol.37, nº 3, pg. 251-255 COOK, A.J.C.; BUFFOLANO, W.; ZUFFEREY, J.; PETERSEN, E.; JENUM, P.A.; FOULON, W.; SEMPRINI, A.E.; DUNN, D.T.(2000) British Medical Journal vol. 321, pg. 142-147
• DAVIDSON, M.G. (2000): Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practice vol. 30, nº 5, pg. 1051-1062 DUNCAN, R.B.; LINDSAY, D.; CHICKERING, W.R.; PRATER, D.; STIMSON, E. (2000)
• Feline Practice, vol 28, nº 1, pg. 6-8
• EVANS, R.H. (1999): August, J.R.: Consultas en Medicina Interna Felina Ed. Intermédica, pg. 612
• GIRALDO, M.; PORTELA, R.W.; SNEGE, M.; LESER, P.G.; CAMARGO, M.E.; MINEO, J.R.; GAZZINELLI, R.T. (2002) Journal of Clinical Microbiology vol. 40, nº 4, pg. 1400-1405
• GREENE, C. E. (1998 ) : Clinical Microbiology and Infectious Diseases of the Dog and Cat. (2ª ed.) Saunders, pg. 493-503
• HOFF, E.F.; COOK, S.H.; SHERMAN, G.D., HARPER, J.M.; FERGUSON, D.J.; DUBREMETZ, J.F.; CARRUTHERS, .V.B. (2001) Experimental Parasitology vol. 97, nº 2, pg. 77-88
• LAPPIN, M.R.; GREENE, C.E.; PRESTWOOD, A.K.; DAWE, D.L.;TARLETON, R.L. (1989): American Journal Veterinary Research vol. 50, nº 9, pg. 1580-1585
• LAPPIN, M.R.; GREENE, C.E.; PRESTWOOD, A.K.; DAWE, D.L.;TARLETON, R.L. (1989): American Journal Veterinary Research vol. 50, nº 9, pg. 1586-1590
• LAPPIN, M.R.; GREENE, C.E.; WINSTON, S.; TOLL, S.L.; EPSTEIN, M.E. (1989) Journal of Veterinary Internal Medicine vol. 3, nº 3, pg.139-143
• LAPPIN, M.R. (1991): Journal of Veterinary Internal Medicine vol. 5, nº 5, pg. 299-301
• LAPPIN, M.R. (1999) : In Practice vol.21, nº 10, pg. 578-589
• LINDSAY, D.S.; BLAGBURN, B.L.; DUBEY, J.P. (1997): Compendium Continuing Education ; vol. 19, nº 4 pg. 448-461 STILES, J.; PRADE, R.; GREENE, C. (1996) American Journal Veterinary Research vol.57, nº 3, pg.264-267 SVOBODOVÁ, V.; KNOTEK, Z.; SVOBODA, M. (1998) Veterinary Parasitology vol. 80, nº 2, pg. 173-176